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Quel est le test de référence pour savoir si je suis infecté-e par SARS-CoV-2?

Texte mis à jour le 2020-04-30


Pour savoir si je suis infecté-e par le coronavirus, on peut chercher la présence du matériel génétique spécifique à ce virus. Le test standard validé par l'OMS repose sur la méthode de RT-qPCR pour détecter la séquence génétique du virus SARS-CoV-2. Le test de référence par PCR est : 1) à faire précocement pour limiter les faux-négatifs, 2) à faire quelle que soit la sévérité des symptômes – ceci reflète une stratégie de santé publique et non individuelle, 3) si la présomption clinique est forte, il est recommandé de s’isoler même si le test est négatif. D’autres tests émergent désormais pour le dépistage. Voir la question « Quelles approches pourraient permettre d'accélérer le dépistage à grande échelle ? ».

Il faut distinguer les tests de détection du virus à partir d’échantillons buccaux ou nasopharyngés qui permettent de savoir si on est présentement infecté par le virus (voir « Quel est le test de référence pour savoir si je suis infecté-e par SARS-CoV-2 ? ») des tests sérologiques qui permettent de savoir qu’on a été infecté par le virus en détectant notre réponse immunitaire dans le sang (voir « Quels sont les tests pour savoir si j’ai déjà eu la COVID-19 ? »).

Les tests de détection du virus peuvent être très sensibles grâce à un processus d’amplification du virus (méthode classique dite de Reverse Transcription Quantitative PCR ou « RT-qPCR » ou bien méthode récente de Reverse Transcription Loop-mediated isothermal AMPlification ou « RT-LAMP »), soit moins sensibles si le virus est détecté sans amplification (ce sont les tests dits « antigéniques »).

Quand faire le test de détection du virus ? Le test PCR indique la présence de matériel viral uniquement pendant l’infection.Une personne qui a été infectée dans le passé et s’est rétablie par la suite sera négative pour le test RT-qPCR parfois plusieurs jours voire plusieurs semaines après les symptômes. Par contre, elle peut devenir positive pour le test sérologique qui montre la présence d’anticorps contre le virus. Comment identifier à coup sûr un cas COVID-19 et d’identifier les cas contacts ? S’il y a des symptômes : le test RT-qPCR doit donc être réalisé précocement, quel que soit la sévérité. S’il n’y a pas de symptômes : il est recommandé d’attendre environ 5 jours après contact. Voir la question « Combien de jours faut-il attendre après un contact pour faire un test de dépistage COVID ? ».

Que prélève-t-on pour détecter le virus ? Les tests de référence actuels s’effectuent classiquement sur des prélèvements nasopharyngés à l’aide d’un écouvillon introduit assez profondément dans les fosses nasales. Cependant, le crachat salivaire contient beaucoup de particules virales et vu que le prélèvement est autonome et peu risqué, il est utilisé dans plusieurs pays comme le Japon ou les États-Unis. Autorisé à la fin septembre par la Haute Autorité de Santé pour les patients symptomatiques uniquement, ce mode de prélèvement n’est malheureusement pas encore déployé en routine en France.

Sur quelle technique reposent les tests de dépistage de la COVID-19 ? Les tests de référence reposent sur la technique de détection du matériel génétique du virus par PCR qu’on appelle dans le jargon « RT-qPCR ».

Quelles sont les étapes pour détecter le virus ?Le traitement des échantillons, qu’ils soient nasopharyngés ou buccaux, commence par une inactivation du virus, avant l’extraction du matériel génétique du virus, l’ARN. Ensuite, pour l’analyse de la salive, on doit procéder à la fluidification des prélèvements. En France, le protocole de référence de détection de l’ARN du virus repose ensuite sur une amplification de type RT-qPCR en une étape mise au point au centre national de référence de l’Institut Pasteur et de l’organisation mondiale de la santé. L’amplification par RT-qPCR cible deux régions spécifiques du virus et pour certains tests, une région génomique propre aux cellules du patient. Cette séquence humaine permet de valider à la fois l’origine du prélèvement, la qualité des échantillons et de les normaliser les uns par rapport aux autres. On évite ainsi les erreurs de type « faux-négatifs » dues à un mauvais prélèvement. Une gamme étalon d’ARN viral synthétique permet de quantifier dans les échantillons le nombre de molécules d’ARN de SARS-CoV-2. Elle est cependant rarement utilisée et le rendu des résultats ne permet pas de connaître la charge virale réelle. Ce protocole dure au moins 3 - 4 heures entre le début du traitement des échantillons et l’obtention du résultat du test au laboratoire.

D’où viennent les faux-négatifs ? Si le prélèvement est mal effectué, il est possible que le résultat du test soit négatif alors que la personne est infectée : ces erreurs constituent des « faux-négatifs ». Cela peut arriver si le prélèvement n’a pas été correctement réalisé, mais aussi parfois avec un bon prélèvement. En effet, chez certains malades COVID-19, le virus n’est pas détecté dans les sécrétions nasales ou pharyngées alors qu’il l’est dans le liquide des poumons. Les multiples raisons conduisant à des faux-négatifs indiquent qu’une grande précaution est de rigueur. Même si le test est négatif, des signes cliniques peuvent conduire à suspecter la COVID-19 et imposer un isolement avant que d’autres tests soient effectués.


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Sources

Premières cinétiques de la quantité de SARS-CoV-2 chez des patients d’un hopital de Munich (Allemagne) hospitalisés (1er avril 2020) révèlent que des particules virales infectieuses sont facilement isolées à partir d'échantillons provenant de la gorge ou des poumons, mais pas à partir des selles - malgré des concentrations élevées d'ARN viral. L'analyse d'échantillons de sang et d'urine n'ont jamais révélé de virus.

Wölfel, R., Corman, V. M., Guggemos, W., Seilmaier, M., Zange, S., Müller, M. A., ... & Hoelscher, M. (2020). Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature, 1-10.

L’analyse de transmission de la COVID-19 révèle que beaucoup d’infections ont lieu avant ou au début des symptômes, que la période d’incubation est courte et que de nombreux tests par PCR ont engendré des faux-négatifs lorsqu’une personne infectée n’est pas détectée.

Böhmer, M. M., Buchholz, U., Corman, V. M., Hoch, M., Katz, K., Marosevic, D. V., Böhm, S., Woudenberg, T., Ackermann, N., Konrad, R., Eberle, U., Treis, B., Dangel, A., Bengs, K., Fingerle, V., Berger, A., Hörmansdorfer, S., Ippisch, S., Wicklein, B., Grahl, A., … Zapf, A. (2020). Investigation of a COVID-19 outbreak in Germany resulting from a single travel-associated primary case: a case series. The Lancet. Infectious diseases, 20(8), 920–928.

Une analyse comparant les résultats de plus de 50 laboratoires en Autriche à partir des mêmes échantillons de virus inactivé montrent que si les résultats du test de référence par PCR concordent pour des échantillons où le virus est présent en grande quantité, ce n’est pas le cas pour des échantillons où le virus n’est pas abondant :

Görzer, I., Buchta, C., Chiba, P., Benka, B., Camp, J. V., Holzmann, H., Puchhammer-Stöckl, E., & Aberle, S. W. (2020). First results of a national external quality assessment scheme for the detection of SARS-CoV-2 genome sequences. Journal of clinical virology: the official publication of the Pan American Society for Clinical Virology, 129, 104537.

L’ARN de SARS-CoV-2 n’est pas retrouvé dans le sang des patients asymptomatiques et peu symptomatiques, ce qui rend le risque de contamination par transfusion négligeable.

Corman, V. M., Rabenau, H. F., Adams, O., Oberle, D., Funk, M. B., Keller-Stanislawski, B., Timm, J., Drosten, C., & Ciesek, S. (2020). SARS-CoV-2 asymptomatic and symptomatic patients and risk for transfusion transmission. Transfusion, 60(6), 1119–1122.

Étude allemande de 49 enfants de 0-10 ans, 78 personnes de 11-20 ans, et de plus de 3000 adultes de tout âge, tous testés positifs au coronavirus SARS-CoV-2 entre janvier et avril 2020. L’analyse de la charge virale en fonction de l’âge des patients révèlent des valeurs similaires pour les jeunes et asymptomatiques que pour les personnes plus âgées et symptomatiques :

Jones, TC, Mühlemann, B, Veith, T, Biele, G, Zuchowski, M, Hoffmann, J, Stein, A, Edelmann, A, Max Corman, V, Drosten, C. An analysis of SARS-CoV-2 viral load by patient age. medRxiv 2020.06.08.20125484.

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